РІВЕНЬ ТРАНСМЕМБРАННОГО ПОТЕНЦІАЛУ МІТОХОНДРІЙ ТА ІНТЕНСИВНІСТЬ НАПРАЦЮВАННЯ ВІЛЬНОРАДИКАЛЬНИХ СПОЛУК У ЛІМФОЦИТАХ ХВОРИХ НА РАК ЕНДОМЕТРІЮ
DOI:
https://doi.org/10.32471/oncology.2663-7928.t-24-1-2022-g.10202Ключові слова:
брахітерапія, вільні радикали, лімфоцити периферичної крові, метформін, рак ендометрію, трансмембранний потенціал мітохондрійАнотація
Важливими показниками, що відображають зміни функціонування немалігнізованих клітин з оточення пухлини, зокрема при застосуванні променевої терапії та речовин з можливою радіопротекторною дією, є рівень поляризації мітохондріальної мембрани та інтенсивність продукції реактивних форм кисню і азоту. Мета: дослідити наявність зв’язку між рівнем трансмембранного потенціалу (ТМП) мітохондрій та інтенсивністю продукції вільнорадикальних сполук (ВР) у лімфоцитах периферичної крові (ЛПК) хворих на рак ендометрію (РЕ) до та після початку брахітерапії. Оцінити вплив на ці показники метформіну (МФ) у системі ex vivo. Об’єкт і методи: у дослідженні використовували зразки периферичної крові хворих на РЕ до початку променевої терапії та після першого сеансу брахітерапії в дозі 6 Гр, а також крові умовно здорових осіб (група контролю). МФ вносили в зразки крові у фінальних концентраціях 2 та 20 мМ за 1 год до виділення ЛПК. Рівень ТМП у ЛПК визначали з використанням барвника JC-1, інтенсивність продукції ВР — барвника DCFH-DA. Результати: показано, що у ЛПК обстеженої групи хворих на РЕ спостерігалася тенденція до підвищення рівню ТМП (у 1,24 рази) та зниження продукції ВР (у 1,58 раза). Також у обстежених хворих на РЕ стадії T2–T4 рівень ТМП та інтенсивність продукції ВР були вищими відповідно у 1,70 і 1,61 раза порівняно із хворими на РЕ стадії Т1. На відміну від жінок контрольної групи, у обстежених хворих виявлено достовірну кореляцію між рівнем ТМП та інтенсивністю продукції ВР (r=0,428), яка була тіснішою після проведення першого сеансу брахітерапії (r=0,615). Застосування МФ, особливо у концентрації 20 мМ, зменшувало кореляційний зв’язок між цими показниками. Висновок: у хворих на РЕ наявна достовірна кореляція між рівнем ТМП та продукцією ВР у ЛПК. Після першого сеансу брахітерапії цей кореляційний зв’язок стає більш тісним, що свідчить про можливість використання показника ТМП для прогнозу виникнення окисного стресу вже на початку терапевтичного опромінення хворих на РЕ. У модельній системі показано, що МФ зменшує залежність між продукцією ВР та рівнем ТМП у ЛПК.
Посилання
Ding YY, Luan JJ, Fan Y, et al. α-Mangostin reduced the viability of A594 cells in vitro by provoking ROS production through downregulation of NAMPT/NAD. J Cell Stress Chaperones 2020; 25 (1): 163–172. doi: 10.1007/s12192-019-01063-2.
Doherty E, Perl A. Measurement of mitochondrial mass by flow cytometry during oxidative stress. React Oxyg Species (Apex) 2017; 4 (10): 275–83. doi: 10.20455/ros.2017.839.
Ren Z, Wang Y, Deng H, et al. Deoxynivalenol induces apoptosis in chicken splenic lymphocytes via the reactive oxygen species-mediated mitochondrial pathway. Environ Toxicol Pharmacol 2015; 39 (1): 339–46. doi: 10.1016/j.etap.2014.11.028.
Michałowicz J, Mokra K, Rosiak K, et al. Chlorobenzenes, lindane and dieldrin induce apoptotic alterations in human peripheral blood lymphocytes (in vitro study). Environ Toxicol Pharmacol 2013; 36 (3): 979–88. doi: 10.1016/j.etap.2013.08.014.
Gupta S, Yel L, Kim D, et al. Arsenic trioxide induces apoptosis in peripheral blood T lymphocyte subsets by inducing oxidative stress: a role of Bcl-2. Mol Cancer Ther 2003; 2 (8): 711–9.
Song B, Li T, Chen S, et al. Correlations between MTP and ROS levels of peripheral blood lymphocytes and readmission in patients with chronic heart failure. Heart Lung Circ 2016; 25(3): 296–302. doi: 10.1016/j.hlc.2015.09.004.
Armon-Omer A, Neuman H, Sharabi-Nov A, et al. Mitochondrial activity is impaired in lymphocytes of MS patients in correlation with disease severity. Mult Scler Relat Disord 2020; 41:102025. doi: 10.1016/j.msard.2020.102025.
Perl A, Gergely P Jr, Banki K, et al. Mitochondrial dysfunction in T cells of patients with systemic lupus erythematosus. Int Rev Immunol 2004; 23 (3-4): 293–313. doi: 10.1080/08830180490452576.
Takabayashi A, Kanai M, Kawai Y, et al. Change in mitochondrial membrane potential in peripheral blood lymphocytes, especially in natural killer cells, is a possible marker for surgical stress on the immune system. World J Surg 2003; 27 (6): 659–65. doi: 10.1007/s00268-003-6926-7.
Leach JK, Van Tuyle G, Lin PS, et al. Ionizing radiation-induced, mitochondria-dependent generation of reactive oxygen/nitrogen. Cancer Res 2001; 61 (10): 3894–901.
Yamamori T, Yasui H, Yamazumi M, et al. Ionizing radiation induces mitochondrial reactive oxygen species production accompanied by upregulation of mitochondrial electron transport chain function and mitochondrial content under control of the cell cycle checkpoint. Free Radic Biol Med 2012; 53(2): 260–70. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2012.04.033.
Saenko Y, Cieslar-Pobuda A, Skonieczna M, et al. Changes of reactive oxygen and nitrogen species and mitochondrial functioning in human K562 and HL60 cells exposed to ionizing radiation. Radiat Res 2013; 180 (4): 360–6. doi: 10.1667/RR3247.1.
Farhood B, Goradel NH, Mortezaee K, et al. Melatonin as an adjuvant in radiotherapy for radioprotection and radiosensitization. Clin Transl Oncol 2019; 21 (3): 268–79. doi: 10.1007/s12094-018-1934-0.
Mun GI, Kim S, Choi E, et al. Pharmacology of natural radioprotectors. Arch Pharm Res 2018; 41 (11): 1033–50. doi: 10.1007/s12272-019-01194-1.
Suit H, Goldberg S, Niemierko A, et al. Secondary carcinogenesis in patients treated with radiation: a review of data on radiation-induced cancers in human, non-human primate, canine and rodent subjects. Radiat Res 2007; 167 (1): 12–42. doi: 10.1667/RR0527.1.
Martin OA, Martin RF. Cancer Radiotherapy: Understanding the Price of Tumor Eradication. Front Cell Dev Biol 2020; 8: 261. doi: 10.3389/fcell.2020.00261.
Domina EA. Radiogenic cancer: Epidemiology and primary prevention. Kiyv: Naukova Dumka, 2016. 196 p. (in Russian).
Maier P, Hartmann L, Wenz F, et al. Cellular Pathways in Response to Ionizing Radiation and Their Targetability for Tumor Radiosensitization. Int J Mol Sci 2016; 17 (1): 102. doi: 10.3390/ijms17010102.
Cheki M, Shirazi A, Mahmoudzadeh A, et al. The radioprotective effect of metformin against cytotoxicity and genotoxicity induced by ionizing radiation in cultured human blood lymphocytes/ Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutagen 2016; 809: 24–32. doi: 10.1016/j.mrgentox.2016.09.001.
Kolivand S, Motevaseli E, Cheki M, et al. The anti-apoptotic mechanism of metformin against apoptosis induced by ionizing radiation in human peripheral blood mononuclear cells. Klin Onkol Fall 2017; 30 (5): 372–9. doi: 10.14735/amko2017372.
Bikas A, Van Nostrand D, Jensen K, et al. Metformin attenuates 131i-induced decrease in peripheral blood cells in patients with differentiated thyroid cancer. Thyroid 2016; 26 (2): 280‑6. doi: 10.1089/thy.2015.0413.
Wang G, Wang Y, Yang Q, et al. Metformin prevents methylglyoxal-induced apoptosis by suppressing oxidative stress in vitro and in vivo. Cell Death Dis 2022; 13 (1): 29. doi: 10.1038/s41419-021-04478-x.
Haddad M, Eid S, Harb F, et al. Activation of 20-HETE synthase triggers oxidative injury and peripheral nerve damage in type 2 diabetic mice. J Pain; S1526-5900(22)00048-7. doi: 10.1016/j.jpain.2022.02.011.
Yasmin T, Rahman MM, Khan F, et al. Metformin treatment reverses high fat diet- induced non-alcoholic fatty liver diseases and dyslipidemia by stimulating multiple antioxidant and anti-inflammatory pathways. Biochem Biophys Rep 2021; 28:101168. doi: 10.1016/j.bbrep.2021.101168.
Zhao Y, Luo Q, Mo J, et al. Metformin in combination with JS-K inhibits growth of renal cell carcinoma cells via reactive oxygen species activation and inducing DNA breaks. J Cancer 2020; 11 (13): 3701–12. doi: 10.7150/jca.36372.
Zhao B, Luo J, Wang Y, et al. Metformin suppresses self-renewal ability and tumorigenicity of osteosarcoma stem cells via reactive oxygen species-mediated apoptosis and autophagy. Oxid Med Cell Longev 2019; 2019: 9290728. doi: 10.1155/2019/9290728.
Wandee J, Prawan A, Senggunprai L, et al. Metformin sensitizes cholangiocarcinoma cell to cisplatin-induced cytotoxicity through oxidative stress mediated mitochondrial pathway. Life Sci 2019; 217: 155–163. doi: 10.1016/j.lfs.2018.12.007.
Kurelac I, Umesh Ganesh N, Iorio M, et al. The multifaceted effects of metformin on tumor microenvironment. Semin Cell Dev Biol 2020; 98: 90–97. doi: 10.1016/j.semcdb.2019.05.010.
Nassif RM, Chalhoub E, Chedid P, et al. Metformin inhibits ROS production by human M2 macrophages via the activation of AMPK. J Biomedicines 2022; 10 (2): 319. doi: 10.3390/biomedicines10020319.
Fedorenko Z, Michailovich Yu, Goulak L, et al. Cancer in Ukraine, 2018–2019. Bulletin of National cancer registry of Ukraine. Кiyv: National cancer institute of Ukraine 2020; 21: 116 p (in Ukrainian).
Product Information Histopaque®-1077 Hybri-Max™ (H8889) (https://www.sigmaaldrich.com/content/dam/sigma-aldrich/docs/Sigma/Product_Information_Sheet/2/h8889pis.pdf).
Bokunyaeva NI, Zolotnitskaya RP. Handbook of clinical laboratory research methods. Moscow: Medicine, 1975. 384 p. (in Russian).
Sivandzade F, Bhalerao A, Cucullo L. Analysis of the mitochondrial membrane potential using the cationic JC-1 dye as a sensitive fluorescent probe. Bio Protoc 2019; 9 (01): e3128. doi:10.21769/BioProtoc.3128.
MitoPT® JC-1 Assay Manual. ImmunoChemistry Technologies, LLC. #F18-911-8-G, 8 p. (http://www.immunochemistry.com).
Glavin OA, Domina EA, Mikhailenko VM, et al. Metformin as a modifier of the oxidative state of peripheral blood and the viability of human lymphocytes under the influence of ionizing radiation. Oncology 2020; 22 (1–2): 84–91 (in Ukrainian).
Yao K, Wu W, Wang KJ, et al. Electromagnetic noise inhibits radiofrequency radiation-induced DNA damage and reactive oxygen species increase in human lens epithelial cells. Mol Vis 2008; 14: 964–9.
Tarpey MM, Wink DA, Grisham MB. Methods for detection of reactive metabolites of oxygen and nitrogen: in vitro and in vivo considerations. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 2004; 286 (3): R431–44. doi: 10.1152/ajpregu.00361.2003.
Lakin GF. Biometrics. M.: Publishing House « Vysshaya shkola», 1990. 352 p. (in Russian).
Sukumar M, Liu J, Mehta GU, et al. Mitochondrial Membrane Potential Identifies Cells with Enhanced Stemness for Cellular Therapy. Cell Metabolism 2016; 23 (1): 63‑76. doi: 10.1016/j.cmet.2015.11.002.
Gambini E, Martinelli I, Stadiotti I, et al. Differences in Mitochondrial Membrane Potential Identify Distinct Populations of Human Cardiac Mesenchymal Progenitor Cells. Int J Mol Sci 2020; 21 (20): 7467. doi: 10.3390/ijms21207467.
Kuwahara Y, Tomita K, Roudkenar MH, et al. Decreased mitochondrial membrane potential is an indicator of radioresistant cancer cells. Life Sciences. 2021; 286:120051. doi: 10.1016/j.lfs.2021.120051.
Domina EA, Makovetska LI, Hrinchenko OO, et al. Practical approaches to the detection of patients with endometrial cancer with an increased risk of complications of radiation therapy based on predictors of radiosensitivity of cells from the tumor environment. Guidelines. «DIA». Kyiv, 2021. 28 p. (in Ukrainian).
Yu X, Mao W, Zhai Y, et al. Anti-tumor activity of metformin: from metabolic and epigenetic perspectives. Oncotarget 2017; 8 (3): 5619–28. doi: 10.18632/oncotarget.13639.
Murphy MP. How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J 2009; 417(1): 1–13. doi: 10.1042/BJ20081386.
