ДОСЛІДЖЕННЯ ТРАНСМЕМБРАННОГО ПОТЕНЦІАЛУ МІТОХОНДРІЙ ТА ГЕНЕРАЦІЇ ВІЛЬНОРАДИКАЛЬНИХ СПОЛУК У ЛІМФОЦИТАХ ХВОРИХ НА РАК ШИЙКИ МАТКИ
DOI:
https://doi.org/10.15407/oncology.2024.02.095Ключові слова:
вільні радикали, лімфоцити периферичної крові, рак шийки матки, трансмембранний потенціал мітохондрійАнотація
Важливими показниками, що відображають зміни функціонального стану немалігнізованих клітин із оточення пухлини та можуть бути використані як предиктори виникнення ускладнень внаслідок променевої та хіміопроменевої терапії є рівень поляризації мітохондріальної мембрани та інтенсивність напрацювання реактивних форм кисню і азоту (вільнорадикальних сполук, ВР). Мета: дослідити зміни трансмембран ного потенціалу мітохондрій (ТМП) та інтенсивність напрацювання ВР у лімфоцитах периферичної крові (ЛПК) хворих на рак шийки матки (РШМ) до початку хіміопроменевої терапії. Об’єкт і методи: у дослід женні використовували зразки периферичної крові 26 хворих на РШМ перед початком хіміопроменевої терапії та 29 умовно здорових осіб (УЗО, група контролю). Виділення ЛПК виконували на Histopaque®1077. Рівень ТМП у лімфоцитах визначали з використанням барвника JC1, інтенсивність напрацювання ВР — з використанням барвника DCFHDA. Результати: Показано, що у ЛПК хворих на РШМ спостерігалась тен денція до зниження ТМП (в 1,46 раза) та достовірно менша генерація ВР (у 2,84 раза). В обстежених хворих із більшим ступенем розповсю дженості первинної пухлини (T2 порівняно з T1) або більшим ступенем її диференціювання (G2 порівняно з G2/33) рівень ТМП був вищим (в 1,35 та 1,47 раза, відповідно). У хворих на РШМ, на відміну від УЗО, виявлено достовірну кореляцію між рівнем ТМП та інтенсивністю напрацювання ВР (r=0,473). Показано, що у ЛПК хворих на РШМ із стадією пухлинного процесу T1N0M0 і ступенем диференціювання пухлини G2 рівень ТМП та інтенсивність напрацювання ВР є достовірно нижчими (у 1,91 та 1,88 раза, відповідно), ніж у аналогічних хворих на рак тіла матки, яких було обстежено раніше. Висновки: функціональний стан лімфоцитів крові хворих на РШМ до проведення хіміопроменевої терапії вже є зміненим за показниками величини ТМП та продукції ВР, які є істотно нижчи ми ніж в УЗО. На відміну від контрольної групи, виявлено достовірну кореляцію між рівнями ТМП і продукції ВР у ЛПК обстежених хворих. Показано, що у хворих на РШМ зі стадією захворювання T1N0M0 і сту пенем диференціювання пухлини G2 зміни рівня ТМП та інтенсивності напрацювання ВР є більш вираженими, ніж у аналогічної групи хворих на рак тіла матки. Одержані результати є базовими для оцінки змін, що відбуваються у нормальних клітинах із оточення пухлини після про меневої терапії.
Посилання
Sung H, Ferlay J, Siegel RL, et al. Global Cancer Statistics 2020: GLOBOCAN Estimates of Incidence and Mortality Worldwide for 36 Cancers in 185 Countries. CA Cancer J Clin 2021; 71 (3): 209–49. doi: 3322/caac.21660.
Fedorenko Z, Michailovich Yu, Goulak L, et al. Cancer in Ukraine, 2022–2023. Incidence, mortality, activities of the oncological Bull Natl Cancer Register Ukr; Kyiv, 2024; (25): http://ncru.inf.ua/publications/BULL_25/index.htm. 07.06.2024 р. (in Ukrainian).
NCCN Clinical Practice Guidelines in Oncology (NCCN Guidelines®). Cervical Version 3.2024 — May 6, 2024. https://www.nccn.org/. 07.06.2024 р.
De Ruysscher D, Niedermann G, Burnet NG, et al. Radio- therapy toxicity. Nat Rev Dis Primers 2019; 5 (1): 13. doi: 1038/s41572-019-0064-5.
Wang JS, Wang HJ, Qian Biological effects of radiation on cancer cells. Mil Med Res 2018; 5 (1): 20. doi: 10.1186/ s40779-018-0167-4.
Wei J, Wang B, Wang H, et al. Radiation-Induced Normal Tissue Damage: Oxidative Stress and Epigenetic Mecha- Oxid Med Cell Longev 2019: 3010342. doi: 10.1155/ 2019/3010342.
Suit H, Goldberg S, Niemierko A, et al. Secondary car- cinogenesis in patients treated with radiation: a review of data on radiation-induced cancers in human, non-human primate, canine and rodent Radiat Res 2007; 167 (1): 12–42. doi: 10.1667/RR0527.1.
Wang K, Tepper Radiation therapy-associated toxicity: Etiology, management, and prevention. CA Cancer J Clin 2021; 71 (5): 437–54. doi: 10.3322/caac.21689.
Yamada T, Ishihara S, Kawai M, et al. Analysis of late ad- verse events and their chronological changes after radiation therapy for cervical cancer. Nagoya J Med Sci 2018; 80 (4): 487–96. doi: 18999/nagjms.80.4.487.
Gellrich J, Hakenberg OW, Oehlschläger S, Wirth MP. Mani- festation, latency and management of late urological com- plications after curative radiotherapy for cervical carcinoma. Onkologie 2003; 26 (4): 334–40. doi: 11159/000072091.
Martin OA, Martin RF. Cancer Radiotherapy: Understand- ing the Price of Tumor Eradication. Front Cell Dev Biol 2020; 8: 26 doi: 10.3389/fcell.2020.00261.
Vitzthum LK, Heide ES, Park H, et al. Comparison of Hema- tologic Toxicity and Bone Marrow Compensatory Response in Head and Neck Cervical Cancer Patients Undergo- ing Chemoradiotherapy. Front Oncol 2020; 10: 1179. doi: 10.3389/fonc.2020.01179.
Lee S, Cho O, Chun M, et al. Association Between Radiation Tolerance of Lymphocytes and Clinical Outcomes in Cervi- cal Canc In Vivo 2019; 33 (6): 2191–8. doi: 10.21873/ invivo.11721.
Han X, Yang Q, Zhang J, Cao Correlation between changes in the number of peripheral blood lymphocytes and survival rate in patients with cervical cancer after radio-chemotherapy. Cancer Radiother 2021; 25 (1): 72–6. doi: 10.1016/j.canrad.2020.08.045.
Zhao M, Gao Z, Gu X, et al. Predictive significance of lym- phocyte level and neutrophil-to-lymphocyte ratio values during radiotherapy in cervical cancer treatment. Can- cer Med 2023; 12 (15): 15820–30. doi: 11002/cam4. 6221.
Fu X, Tang J, Wen P, et al. Redox interactions-induced cardiac toxicity in cancer Arch Biochem Biophys 2021; 708: 108952. doi: 10.1016/j.abb.2021.108952.
Yamamori T, Yasui , Yamazumi M, et al. Ionizing ra- diation induces mitochondrial reactive oxygen species production accompanied by upregulation of mitochon- drial electron transport chain function and mitochondrial content under control of the cell cycle checkpoint. Free Radic Biol Med 2012; 53 (2): 260–70. doi: 10.1016/j.free radbiomed.2012.04.033.
Azzam EI, Jay-Gerin JP, Pain Ionizing radiation-in- duced metabolic oxidative stress and prolonged cell in- jury. Cancer Lett 2012; 327 (1–2): 48–60. doi: 10.1016/j. canlet.2011.12.012.
Xu Q, Zhang H, Qin H, et al. Norcantharidin Sensitizes Colorectal Cancer Cells to Radiotherapy via Reactive Oxy- gen Species-DRP1-Mediated Mitochondrial Damage. Antioxidants (Basel) 2024; 13 (3): 34 doi: 10.3390/an- tiox13030347.
McCann E, O’Sullivan J, Marcone Targeting cancer-cell mitochondria and metabolism to improve radiotherapy response. Transl Oncol 2021; 14 (1): 100905. doi: 10.1016/j. tranon.2020.100905.
Farhood B, Goradel NH, Mortezaee K, et al. Intercellular communications-redox interactions in radiation toxicity; potential targets for radiation J Cell Com- mun Signal 2019; 13 (1): 3–16. doi: 10.1007/s12079-018- 0473-3.
Zorova LD, Popkov VA, Plotnikov EY, et al. Mitochondrial membrane Anal Biochem 2018; 552: 50–9. doi: 10.1016/j.ab.2017.07.009.
Kawamura K, Qi F, Kobayashi Potential relationship be- tween the biological effects of low-dose irradiation and mito- chondrial ROS production. J Radiat Res 2018; 59 (suppl 2): ii91-ii97. doi: 10.1093/jrr/rrx091.
Ding YY, Luan JJ, Fan Y, et al. α-Mangostin reduced the viability of A594 cells in vitro by provoking ROS production through downregulation of NAMPT/NAD. Cell Stress Chaperones 2020; 25 (1): 163–72. doi: 10.1007/s12192-019- 01063-2.
Khan MS, Liu C, Meng F, et al. X-rays Stimulate Granular Secretions and Activate Protein Kinase C Signaling in Hu- man Curr Issues Mol Biol 2023; 45 (7): 6024–39. doi: 10.3390/cimb45070380.
Shinomiya N, Kuno Y, Yamamoto F, et al. Different mecha- nisms between premitotic apoptosis and postmitotic apop- tosis in X-irradiated U937 c Int J Radiat Oncol Biol Phys 2000; 47 (3): 767–77. doi: 10.1016/s0360-3016(99) 00517-9.
Lyng FM, Maguire P, Kilmurray N, et al. Apoptosis is initi- ated in human keratinocytes exposed to signalling factors from microbeam irradiated Int J Radiat Biol. 2006; 82 (6): 393–9. doi: 10.1080/09553000600803904.
Mikhailenko VM, Domina EA, Ivankova VS, et al. Features of oxidative metabolism and genetic disorders in peripheral blood lymphocytes of primary cervical cancer Exp Oncol 2022; 44 (3): 227–33. doi: 10.32471/exp-oncology. 2312-8852.vol-44-no-3.18486.
Du Z, Liu H, Huang X, et al. Design and Synthesis of a Mi- tochondria-Targeting Radioprotectant for Promoting Skin Wound Healing Combined with Ionizing RadiationPharmaceuticals (Basel) 2022; 15 (6): 721. doi: 10.3390/ ph15060721.
Takabayashi A, Kanai M, Kawai Y, et al. Change in mito- chondrial membrane potential in peripheral blood lympho- cytes, especially in natural killer cells, is a possible marker for surgical stress on the immune system. World J Surg 2003; 27 (6): 659–65. doi: 1007/s00268-003-6926-7.
Lynam–Lennon N, Maher SG, Maguire A, et al. Altered mitochondrial function and energy metabolism is associated with a radioresistant phenotype in oesophageal adenocarci- no PLoS One 2014; 9 (6): e100738. doi: 10.1371/journal. pone.0100738.
Wang Q, Liu Mitophagy plays a “double-edged sword” role in the radiosensitivity of cancer cells. J Cancer Res Clin Oncol 2024; 150 (1): 14. doi: 10.1007/s00432-023- 05515-2.
Taghizadeh-Hesary F, Houshyari M, Farhadi Mito- chondrial metabolism: a predictive biomarker of radio- therapy efficacy and toxicity. J Cancer Res Clin Oncol 2023; 149 (9): 6719–41. doi: 10.1007/s00432-023-04592-7.
Wei Y, Xiao G, Xu H, et al. Radiation resistance of can- cer cells caused by mitochondrial dysfunction depends on SIRT3-mediated mitophagy. FEBS J 2023; 290 (14): 3629–45. doi: 11111/febs.16769.
Domina EA. Radiogenic cancer: Epidemiology and primary Kiyv: Naukova Dumka, 2016. 196 p. (in Rus- sian).
Holub K, Vargas A, Biete A. Radiation-induced lymphope- nia: the main aspects to consider in immunotherapy trials for endometrial and cervical cancer patients. Clin Transl Oncol 2020; 22 (11): 2040–8. doi: 11007/s12094-020- 02345-3.
Doherty E, Perl A. Measurement of Mitochondrial Mass by Flow Cytometry during Oxidative React Oxyg Spe- cies (Apex) 2017; 4 (10): 275–83. doi: 10.20455/ros.2017. 839.
Glavin OA, Domina EA. The level of mitochondrial trans- membrane potential and intensity of free radical com- pounds formation in lymphocytes of endometrics cancer Oncology 2022; 24 (1): 48–54. doi: 10.32471/ oncology.2663-7928.t-24-1-2022-g.10202. (in Ukrai- nian).
Product Information Histopaque®-1077 Hybri-Max™ (H8889) (https://www.sigmaaldric.com/content/dam/sigma-aldrich/docs/Sigma/Product_Information_Sheet/2/h8889pis.pdf). 07.06.2024 р.
Bokunyaeva NI, Zolotnitskaya R Handbook of Clinical Laboratory Research Methods. Moscow: Medicine, 1975. 384 p. (in Russian).
JC-1 Mitochondrial Membrane Potential Assay Kit Catalog Number KA1324 100 assays Version: 1 Abnova. https://www.abnova.com/upload/media/product/protocol_pdf/KA1324.pdf. 07.06.2024 р.
MitoPT®JC-1 Assay F18-911-9-E MitoPT JC-1 Manual. indd https://www.bio-rad-antibodies.com/static/uploads/ifu/ict944.pdf. 07.06.2024 р.
Glavin OA, Domina EA, Mikhailenko VM, et al. Metformin as a modifier of the oxidative state of peripheral blood and the viability of human lymphocytes under the influence of ionizing Oncology 2020; 22 (1–2): 84–91 (in Ukrainian).
Yao K, Wu W, Wang KJ, et al. Electromagnetic noise inhib- its radiofrequency radiation-induced DNA damage and reactive oxygen species increase in human lens epithelial c Mol Vis 2008; 14: 964–9. PMID: 18509546; PMCID: PMC2391079.
Tarpey MM, Wink DA, Grisham Methods for detection of reactive metabolites of oxygen and nitrogen: in vitro and in vivo considerations. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 2004; 286 (3): R431–44. doi: 10.1152/ajpregu.00361.2003.
Lakin GF. M.: Publishing House “ Vysshaya shkola”, 1990. 352 p. (in Russian).
Miwa S, Kashyap S, Chini E, Zglinicki T. Mitochondrial dysfunction in cell senescence and aging. J Clin Invest 2022; 132 (13): e15844 doi: 10.1172/JCI158447.
Sukumar M, Liu J, Mehta GU, et al. Mitochondrial Mem- brane Potential Identifi Cells with Enhanced Stemness for Cellular Cell Metab 2016; 23 (1): 63–76. doi: 10.1016/j.cmet.2015.11.002.
Kazbariene B, Prasmickiene G, Krikstaponiene A, et al. Changes in the parameters of immune and antioxidant systems in patients with cervical cancer. Medicina (Kaunas) 2004; 40 (12): 1158–64. PMID: 1563034
