Вплив середовища культивування на біосинтез стеролів Streptomyces аvermitilis УКМ Ас-2179 (54)
DOI:
https://doi.org/10.15407/dopovidi2024.06.010Ключові слова:
ґрунтові стрептоміцети, стероли, індуктори стійкості рослин, фітопатогени, фітонематоди, метаболітні біопрепаратиАнотація
Досліджено біосинтез стероїдних сполук селекціонованим ґрунтовим стрептоміцетом Streptomyces avermi- tilis УКМ Ас-2179 (54) за різних умов глибинного культивування і визначено їхній вміст у біопрепаратах, розроблених на основі метаболітів цього штаму. Для аналізу дериватів стеролів, екстрагованих з біомаси, супернатантів культуральних рідин та біопрепаратів застосовано метод газової хромато-масспектроме- трії. У біомасі досліджуваного стрептоміцету стероли виявлено в значно більших кількостях, ніж у супер- натантів культуральних рідин, а їх спектр і співвідношення були різними. Попередник стеролів сквален виявлено в біомасі продуцента в кількості 276,3 мкг/г за умов вирощування на синтетичному середовищі і 119,4 мкг/г на органічному. У біомасі S. аvermitilis УКМ Ас-2179 (54) переважав 24-епібрасинолід, вміст якого сягав 378,1 мкг/г на органічному середовищі і 448,5 мкг/г на синтетичному. S. avermitilis не синтезував ситос- терол і стигмастерол, що важливо з огляду на нематицидні властивості штаму. У складі метаболітних біопрепаратів найбільший загальний вміст стеролів (22,8 мг/л) виявлено в удосконаленому аверкомі. Екзо- генні стероли мікробного походження відіграють важливу роль у регулюванні їхнього співвідношення в рос- линах і сприяють підвищенню резистентності до фітопатогенів та фітонематод. Селекція стрептоміце- тів, здатних синтезувати не лише підвищений вміст цільового продукту, а й стероли, а також створення метаболітних біопрепаратів на їх основі є перспективним напрямом у мікробній біотехнології.
Завантаження
Посилання
Lacey, H. J. & Rutledge, P. J. (2022). Recently discovered secondary metabolites from Streptomyces species. Molecules, 27, No. 3, 887. https://doi.org/10.3390/molecules27030887
Saito, S. & Arai, M. A. (2024). Methodology for awakening the potential secondary metabolic capacity in actinomycetes. Beilstein J. Org. Chem, 20, pp. 753-766. https://doi.org/10.3762/bjoc.20.69
Cao, P., Li, C., Wang, H., Yu, Z., Xu, X., Wang, X., Zhao, J. & Xiang, W. (2020). Community structures and antifungal activity of root-associated endophytic actinobacteria in healthy and diseased cucumber plants and Streptomyces sp. HAAG3-15 as a promising biocontrol agent. Microorganisms, 8, No. 2, 236. https://doi. org/10.3390/microorganisms8020236
Rohmer, M., Khani, M., Simonin, P., Sutter, В. & Sahm, H. (1993). Isoprenoid biosynthesis in bacteria: a novel pathway for the early steps leading to isopenthenyl diphosphate. Biochem. J., 295, No. 2, pp. 517-524. https:// doi.org/10.1042/bj2950517
Zhabinskii, V. N., Khripach, N. B. & Khripach, V. A. (2015). Steroid plant hormones: effects outside plant kingdom. Steroids, 97, pp. 87-97. https://doi.org/10.1016/j.steroids.2014.08.025
Biliavska, L. O., Tsygankova, V. A., Kozyritska, V. E., Iutynska, G. O, Andrusevich, Ya.V., Babich, O. A., Galkin,
A. P. & Blume, Ya. B. (2016). Application of new microbial plant resistance/plant growth protection inducers for increasing Chinese cabbage plant tolerance against parasitic nematode Heterodera schachtii Schmidt. Int. J. Res. Biosci., 5, No. 2, pp. 64-82.
Dupont, S., Lemetais, G., Ferreira, T., Cayot, P., Gervais, P. & Beney L. (2012). Ergosterol biosynthesis: a fungal pathway for life on land? Evolution, 66, No. 9, pp. 2961-2968. https://doi.org/10.1111/j.1558-5646.2012.01667.x
Sáenz, J. P., Sezgin, E., Schwille, P. & Simons, K. (2012). Functional convergence of hopanoids and sterols in membrane ordering. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 109, No. 35, pp. 14236-14240. https://doi.org/10.1073/ pnas.1212141109
Serhiychuk, N., Biliavska, L., Kolomiets, Yu., Zinchenko, L. & Ilyuk, N. (2024). The influence of N-methyl-N'- nitro-N-nitrosoguanidine on avermectin synthesis ability of Streptomyces avermitilis UKM As-2179 and appearing auxotrophic mutants. Biological systems: theory and innovation, 15, No. 2, pp. 5-16 (in Ukrainian). https://doi.org/10.31548/biologiya15(2).2024.001
Iutynska, G. O., Biliavska, L. O. & Kozyritska, V. E. (2017). Development strategy for the new environmentally friendly multifunctional bioformulations based on soil streptomycetes. Microbiol. Z., 79, No. 1, pp. 22-33. https://doi.org/10.15407/microbiolj79.01.022
Kamthan, A., Kamthan, M., Chakraborty, N., Chakraborty, S. & Datta, A. (2012). A simple protocol for extraction, derivatization, and analysis of tomato leaf and fruit lipophilic metabolites using GC-MS. Protocol Exchange. https://doi.org/10.1038/protex.2012.061
Mohd M. A. (Ed.). Orata, F. (2012). Derivatization reactions and reagents for gas chromatography analysis. In Advanced gas chromatography — Progress in agricultural, biomedical and industrial applications (pp. 83-108), Rijeka: InTech.
Biliavska, L. O., Kozyritska, V. E., Kolomiets, Yu. V., Babich, A. G. & Iutynska, G. O. (2015). Phytoprotective and growth-regulatory properties of metabolic bioformulations on the base of soil streptomycetes. Dopov. Nac. akad. nauk Ukr., No. 1, pp. 131-137 (in Ukrainian). https://doi.org/10.15407/dopovidi2015.01.131
Biliavska, L. O., Ostapchuk, A. M., Voychuk, S. I. & Iutynska, G. O. (2017). Sterol biosynthesis by soil streptomycetes. Ukr. Biochem. J., 89, No. 2, pp. 78-84. https://doi.org/10.15407/ubj89.02.078
Borner, G. H. H., Sherrier, D. J., Weimar, T., Michaelson, L. V., Hawkins, N. D., MacAskill, A., Napier, J. A., Beale, M. H., Lilley, K. S. & Dupree, P. (2005). Analysis of detergent-resistant membranes in Arabidopsis. Evidence for plasma membrane lipid rafts. Plant Physiol., 137, No. 1, pp. 104-116. https://doi.org/10.1104/ pp.104.053041
Kierszniowska, S., Seiwert, B. & Schulze, W. X. (2009). Definition of Arabidopsis sterol-rich membrane microdomains by differential treatment with methyl-β-cyclodextrin and quantitative proteomics. Mol. Cell. Proteomics, 8, No. 4, pp. 612-623. https://doi.org/10.1074/mcp.M800346-MCP200
Bramkamp, M. & Lopez, D. (2015). Exploring the existence of lipid rafts in bacteria. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 79, No. 1, pp. 81-100. https://doi.org/10.1128/MMBR.00036-14
Cacas, J.-L., Furt, F., Le Guédard, M., Schmitter, J.-M., Buré, C., Gerbeau-Pissot, P., Moreau, P., Bessoule, J.-J., Simon-Plas, F. & Mongrand, S. (2012). Lipids of plant membrane rafts. Prog. Lipid Res., 51, No. 3, pp. 272-299. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2012.04.001
López, D. & Kolter, R. (2010). Functional microdomains in bacterial membranes. Genes Dev., 24, No. 17, pp. 1893-1902. https://doi.org/10.1101/gad.1945010
Tanaka, K., Nakamura, Y., Asami, T., Yoshida, S., Matsuo, T. & Okamoto, S. (2003). Physiological roles of brassinosteroids in early growth of Arabidopsis: Brassinosteroids have a synergistic relationship with gibberellin as well as auxin in light-grown hypocotyl elongation. J. Plant Growth Regul., 22, pp. 259-271. https://doi. org/10.1007/s00344-003-0119-3
Zauber, Н., Burgos, A., Garapati, P. & Schulze, W. X. (2014). Plasma membrane lipid–protein interactions affect signaling processes in sterol-biosynthesis mutants in Arabidopsis thaliana. Front. Plant Sci., 5, 78. https://doi. org/10.3389/fpls.2014.00078
Wang, K., Senthil-Kumar, M., Ryu, C.-M., Kang, L. & Mysore, K. S. (2012). Phytosterol play a key role in plant innate in munity against bacterial pathogens by regulating nutrient efflux into the apoplast. Plant Physiol., 158, No. 4, pp. 1789-1802. https://doi.org/10.1104/pp.111.189217
Griebel, N. & Zeier, J. (2010). A role for beta-sitosterol to stigmasterol conversion in plant-pathogen interactions. Plant J., 63, No. 2, pp. 254-268. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2010.04235.x
##submission.downloads##
Опубліковано
Як цитувати
Номер
Розділ
Ліцензія
Авторське право (c) 2024 Reports of the National Academy of Sciences of Ukraine
Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License.
