Рух статолітів у статоцитах кореневого чохлика в умовах реальної та модельованої мікрогравітації
DOI:
https://doi.org/10.15407/knit2021.02.078Ключові слова:
амілопласти, корінь рослин, мікрогравітація, модельована мікрогравітації, повільне кліностатування, сприйняття гравітації, швидке кліностатуванняАнотація
Незважаючи на тривале використання різних видів клиностатів у космічній і гравітаційній біології, дискусії про їхню спроможність відтворювати ефекти реальної мікрогравітації в космічному польоті тривають дотепер. В роботі представлено дані про поведінку амілопластів – статолітів у статоцитах кореневих чохликів вищих рослин, що зростали протягом 3 – 5 днів при повільному і швидкому 2D-клиностатуванні, а також – реальної мікрогравітації в орбітальному польоті. Крім того, наведено дані про переміщення амілопластів у статолітах в умовах вібрації і прискорення у стартовому режимі польоту космічного апарата. Порівняльний аналіз показав чіткі відмінності в реакції статолітів на повільне (2 об./хв) і швидке клиностатування (50 об./хв). У першому випадку поведінка амілопластів була схожа на їхню поведінку в космічному польоті, вони не торкалися плазмалеми, у другому – чітко спостерігалися контакти статолітів з плазмалемою або її інвагінаціями (ломосоми), що є характерним для явищем для вібрації і прискорення. Таким чином, повільне 2D-клиностатування є найбільш адекватним методом для вивчення гравітропічних процесів статоцитах кореневого чохлика, а також їхньої реакції на мікрогравітацію у модельних наземних експериментах.
Посилання
Dedolph R. R., Dipert M. H. (1971). The physical basis of gravity stimulus nullification by clinostat rotation. Plant Physiol., 47, 756—764.
https://doi.org/10.1104/pp.47.6.756
Brown A. H., Chapman D. K., Johnsson A., Heathcote D. (1995). Gravitropic responses of the Avena coleoptile in space and on clinostats. I. Gravitropic response thresholds. Physiol. plant., 95, 27—33.
https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1995.tb00803.x
Kraft T., van Loon J., Kiss J. Z. (2000). Plastid position in Arabidopsis columella cells is similar in microgravity and on a random-positioning machine. Planta, 211, 415—422.
https://doi.org/10.1007/s004250000302
van Loon J. (2007). Some history and use of the random positioning machine, RPM, in gravity related research. Adv. Space Res., 39, 1161—1165.
https://doi.org/10.1016/j.asr.2007.02.016
Beysens D., Carotenuto L., van Loon J., Zell M. (2011). Laboratory Science with Space Data. Berlin: Springer.
https://doi.org/10.1007/978-3-642-21144-7
Herranz R., Anken R. Boonstra J., Braun J. M., Christianen P. C. M., de Geest M., Hauslage J., Hilbig R., Hill R. J. A., Lebert M., Medina F. J., Vagt N., Ullrich O., van Loon J. J. W. A., Hemmersbach R. (2013). Ground-based facilities for simulation of microgravity: organism-specific recommendations for their use, and recommended terminology. Astrobiology, 13, 1—17.
https://doi.org/10.1089/ast.2012.0876
Kiss J. Z., Wolverton C., Wyatt S. E., Hasenstein K. H., van Loon J. J. W. A. (2019). Comparison of microgravity analogs to spaceflight in studies of plant growth and development. Front. Plant Sci.
https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01577
Krause L. Braun M., Hauslage J., Hemmersbach R. (2018). Analysis of statolith displacement in Chara rhizoids for validating the microgravity-simulation quality of clinorotation modes. Microgravity Sci. and Technol., 30, 229—236.
https://doi.org/10.1007/s12217-017-9580-7
Cogoli M. (1992). The fast rotating clinostat: a history of its use in gravitational biology and a comparison of ground-based and flight experiment results. ASGSB Bull., 5, 59—67.
Hilaire E., Paulsen A. Q., Brown C. S., Guikema J. A. (1995). Effects of clinorotation and micrograyity on sweet clover columella cells treated with cytochalasin D. Physiol. plant., 95, 267—273.
https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1995.tb00837.x
Hoson T., Kamisaka S., Masuda Y., Yamashita M., Buchen B. (1997). Evaluation of the three-dimensional clinostat as a simulator of weightlessness. Planta, 203, suppl., 187—197.
https://doi.org/10.1007/PL00008108
Hoson T., Soga K., Mori R., Saiki M., Wakabayashi K., Kamisaka S. (1999). Plant growth and morphogenesis under different gravity conditions: relevance to plant life in space. J. Plant Res., 112, 477—486.
https://doi.org/10.1007/PL00013903
John S. P., Hasenstein K. H. (2011). Effects of mechanostimulation on gravitropism and signal persistence in flax roots. Plant Signaling and Behaviour, 6, 1365—1370.
https://doi.org/10.4161/psb.6.9.16601
van Loon J. J. W. A. (2016). Centrifuges for microgravity simulation. The reduced gravity paradigm. Frontiers in Astron. and Space Sci.
https://doi.org/10.3389/fspas.2016.00021
Wang H., Li X., Krause L., et al. (2016). Erratum to: 2-D clinostat for simulated microgravity experiments with Arabidopsis seedlings. Microgravity Sci. and Technol., 28, 307.
https://doi.org/10.1007/s12217-016-9503-z
Chantseva V., Bilova T., Smolikova G., Frolov A., Medvedev S. (2019). 3-D clinirotation unduces specific alterations in metabolite profiles of germinating Brassica napus L. seeds. Biol. Communications, 54, 55—68.
https://doi.org/10.21638/spbu03.2019.107
Volkman D., Sievers A. (1979). Graviperception in multicellular organs. Encyclopedia of Plant Physiology. New Series. 7, 573—600.
Kiss J. (2000). Mechanisms of the early stages of plant gravitropism. Critical Reviews in Plant Sci., 19, 551—573.
https://doi.org/10.1080/07352680091139295
Perbal G. (2009). From ROOTS to GRAVI-1: twenty five years for understanding how plants sense gravity. Microgravity Sci. and Technol., 21, 3—10.
https://doi.org/10.1007/s12217-008-9064-x
Hensel W. (1984). A role of microtubules in the polarity of statocytes from roots of Lepidium sativum L. Planta. 162, 404—414.
https://doi.org/10.1007/BF00393452
Hensel W. (1988). Demonstration by heavy meromyosin of actin microfilaments in extracted cress (Lepidium sativum L.) root statocytes. Planta, 173, 142—143.
https://doi.org/10.1007/BF00394498
Lorenzi G., Perbal G. (1990). Actin filaments responsible for the location of the nucleus in the lentil statocyte are sensitive to gravity. Biol. Cell, 68, 259—263.
https://doi.org/10.1016/0248-4900(90)90317-V
Sievers A., Buchen B., Volkmann D., Hejnowicz Z. (1991). Role of the cytoskeleton in gravity perception. The Cytoskeletal Basis of Plant Growth and Form. Lloyd C. W. (ed.). London: Acad. Press, 169—182.
Volkman D., Behrens H., Sievers A. (1986). Development and gravity sensing of cress roots under microgravity. Naturwissenschaften, 73, 438—441.
https://doi.org/10.1007/BF00367291
Klymchuk D. O., Kordyum E. L., Chapman D. K., Brown C. S., Vorobyova T. V. (2003). Changes in vacuolization in the root apex cells of soybean seedlings in microgravity. Adv. Space Res., 31, 2283—2288.
https://doi.org/10.1016/S0273-1177(03)00256-4
Driss-Ecole D., Legue V., Carnero-Diaza E., Perbal G. (2008). Gravisensitivity and automorphogenesis of lentil seedling roots grown on board the International Space Station. Physiol. plant., 134, 191—201.
https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.2008.01121.x
Hensel W., Sievers A. (1980). Effects of prolonged omnilateral gravistimulation on the ultrastructure of statosytes and on the graviresponse of roots. Planta, 150, 338—346.
https://doi.org/10.1007/BF00384664
Sytnik K. M., Kordyum E. L., Nedukha E. M., Sidorenko P. G., Fomicheva V. M. (1984). Plant Cell under Changes of Geophysical Factors. Kyiv: Naukova Dumka.
Moore R. (1990). Comparative effectiveness of a clinostat and a slow-turning lateral vessel at mimicking the ultrastructural effects of microgravity in plant cells. Ann. Bot., 66, 541—549.
https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.aob.a088063
Smith J. D. Todd P., Staehelin L. A. (1997). Modulation of statolith mass and grouping in white clover (Trifolium repens) grown in 1 g, microgravity and on the clinostat. Plant J., 12, 1361—1373.
https://doi.org/10.1046/j.1365-313x.1997.12061361.x
Kordyum E. L. (1993). Effects of microgravity and clinostating on plants. Giornale Botanico Italiano, 27, 379—385.
https://doi.org/10.1080/11263509309431019
Kordyum E. L., Martyn G. I., Ovcharenko Yu. V. (2008). Growth and differentiation of root cap columella cells and a root proper in stationary conditions and under clinorotation. Cytology and Genetics, 42, 3—12.
https://doi.org/10.1007/s11956-008-1001-9
Moskvitin E. V. (1974). Effects of Space Flight and Dynamic Factors of Flight on Chlorella: Thesis of Ph.D. Moscow.
Lyon C. J. (1970). Choice of rotation rate for the horizontal clinostat. Plant Physiol., 46, 355—358.
https://doi.org/10.1104/pp.46.3.355
Merkys A. I. (1990). Gravity in Growth Processes of Plants. Moscow: Nauka.
Kordyum E. L. (1994). Effects of altered gravity on plant cell processes: Results of recent space and clinostatic experiments. Adv.Space Res., 14, 77 —85.
https://doi.org/10.1016/0273-1177(94)90388-3
Hemmersbach-Krause R., Briegleb W. (1994). Behavior of free-swimming cells under various accelerations. J. Gravit. Physiol., 1, 85—87.
Correll M. J., Pyle T. P., Millar K. D., Sun Y., Yao J., Edelmann R. E., Kiss J. Z. (2013). Transcriptome analyses of Arabidopsis thaliana seedlings grown in space: implications for gravity-responsive genes. Planta, 238, 519—533.
https://doi.org/10.1007/s00425-013-1909-x
Ferl R. J., Koh J., Denison F., Paul A. L. (2015). Spaceflight induces specific alterations in the proteomes of Arabidopsis. Astrobiology, 15, 32—56.
https://doi.org/10.1089/ast.2014.1210
Kwon T., Sparks J. A., Nakashima J., Allen S. N., Tang Y. Blancaflor E. B. (2015). Transcriptional response of Arabidopsis seedlings during space flight reveals peroxidase and cell wall remodelling genes associated with root hair development. Amer. J. Bot., 102, 21—35.
https://doi.org/10.3732/ajb.1400458
Soh H., Auh C., Soh W. Y., Han K., Kim D., Lee S., Rhee Y. (2011). Gene expression changes in Arabidopsis seedlings during short- to long-term exposure to 3-D clinorotation. Planta, 234, 255—270.
https://doi.org/10.1007/s00425-011-1395-y
Hoson T. (2014). Plant growth and morphogenesis under different gravity conditions: relevance to plant life in space. Life, 4, 205—216.
https://doi.org/10.3390/life4020205
Kordyum E. L. Chapman D. K. (2017). Plants and microgravity: Patterns of microgravity effects at the cellular and molecular levels. Cytology and Genetics, 51, 108—116.
https://doi.org/10.3103/S0095452717020049
Uchida A., Yamamoto K. T. (2002). Effects of mechanical vibration on seed germination of Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Plant Cell. Physiol., 43, 647—651.
